Opslag en bewaren van volbloed bij analyse bloedingsneiging

Laatst beoordeeld: 05-11-2020

Uitgangsvraag

Hoe lang mag volbloed bewaard worden zonder de uitkomst van bloedstollingstesten te beïnvloeden?

 

Hoe lang mogen (on)gecentrifugeerde bloedafname buizen bewaard worden zonder de uitkomst van bloedstollingstesten te beïnvloeden?

Aanbeveling

Volbloed voor stollingstesten moet bewaard worden bij kamertemperatuur (18-24 °C) tot verwerking tot plasma, plaatjes-rijk plasma of tot analyse (bij volbloed testen).

 

De bewaartermijnen uit de CLSI richtlijn/SKS Voorschrift worden aanbevolen en overgenomen als minimale criteria voor de meest aangevraagd stollingsbepalingen.

 

Recentere literatuur (2008-2018) laat zien dat de bewaartermijnen, bij kamertemperatuur, voor volbloed voor sommige test/reagens/apparatuur combinaties langer mogen en kunnen zijn. Aanbevolen wordt om afwijkingen van CLSI/SKS richtlijn te onderbouwen middels relevante literatuurstudies (passende bij de gebruikte test/reagens/apparaat) eventueel in combinatie met eigen validatieresultaten.

Conclusies

Opslag en

bewaren Volbloed

Conclusies

(gradatie, aantal studies)

PT

Zie Tabel: Preanalytische voorschriften voor de stollingsbepalingen: PT,

PT-INR, aPTT, fibrinogeen, FV, FVIII, antitrombine, D-dimeer en lupus

aPTT

D-dimeren

anticoagulans. 2016. Stichting Kwaliteitsbevordering

Stollingsonderzoek

Opslag bij kamertemperatuur wordt aanbevolen.

Recente studies tonen aan dat de bewaarduur van volbloed en plasma per test verschilt en mogelijk verlengd kan worden.

Fibrinogeen

Stollingsfactoren

vWF

Weinig studies. Richtlijn SKS aanhouden (conform stollingsfactoren)

Trombinetijd

Weinig studies. Richtlijn SKS aanhouden (conform aPTT)

ROTEM

Stabiel tot 2 uur na bloedafname

(3B, n=1)

Opslag bij kamertemperatuur wordt aanbevolen.

TEG

Geen literatuur.

LTA

PRP en PPP dient te worden bewaard bij kamertemperatuur en binnen 24 uur na afname dienen alle analyses te zijn afgerond.

(3B, n=13)

Zie ook richtlijn LTA-VHL t.b.v. analyse bloedingsneiging (24-1-2016)

PFA

Stabiel tot 4 uur na bloedafname

(3B, n=2)

Opslag bij kamertemperatuur wordt aanbevolen.

Samenvatting literatuur

De recentste versie van de CLSI-standaard (2008: H21-A5) beschrijft aanbevelingen hoe laboratoria kunnen omgaan met de opslag van hun patiëntmateriaal. De gebruikte literatuur geeft een duidelijke samenvatting van de bewaartijden en -temperaturen van de twee belangrijkste routine bepalingen, de PT en aPTT. De CLSI heeft op basis van deze literatuurbronnen aanbevelingen gedaan waarbij onderscheid wordt gemaakt tussen volbloed en plasma. Daarnaast beschrijft de CLSI ook nog enkele opslag aanbevelingen voor verschillende trombocyten functie testen. Deze bewaartijden en temperaturen zijn overgenomen door de Stichting Kwaliteitsbevordering Stollingsonderzoek (SKS) en gepubliceerd voor PT, INR, aPTT, fibrinogeen, FV, FVIII, antitrombine, D-dimeer en Lupus anticoagulans (LAC) in 2016.

 

Tabel: Bewaartemperatuur van citraat volbloed en maximum bewaartermijnen zoals aanbevolen door CLSI (2008: H21-A5).

Test

 

Volbloed

 

18-24 ˚C

2-4 ˚C

-20 ˚C / -70 ˚C

PT/PT-INR

24 uur

Niet acceptabel

Niet acceptabel

aPTT

4 uur**

Wordt niet aangeraden

Niet acceptabel

Fibrinogeen

4 uur

Wordt niet aangeraden

Niet acceptabel

FV en FVIII

4 uur

Wordt niet aangeraden

Niet acceptabel

Antitrombine

4 uur

Wordt niet aangeraden

Niet acceptabel

LAC

4 uur

Niet acceptabel

Niet acceptabel

D-dimeer

 

6 uur

Niet acceptabel

Niet acceptabel

** gehepariniseerd: 1 uur

 

Niet-gecentrifugeerde buizen met volbloed voor PT-analyse kunnen bewaard blijven tot 24 uur na bloedafname bij kamertemperatuur (CLSI, 2008: H21-A5; van Geest-Daalderop et al., 2005; Ridyard et al., 1998; Adcock et al., 1998; Awad et al., 2004; Baglin en Luddington, 1997; Davies et al., 1998; Froom et al., 2001; Leeming et al.1998). Niet-gecentrifugeerde buizen voor aPTT-analyse zijn stabiel tot 4 uur na bloedafname, op kamertemperatuur (CLSI, 2008: H21-A5; Adcock et al., 1998). De CLSI adviseert om volbloed dat mogelijk heparine bevat binnen 1 uur na bloedafname te centrifugeren (75). Het bewaren van volbloed bij lagere temperaturen (2 tot 8 °C en bij -20 en -70 °C) wordt afgeraden door de CLSI, in verband met mogelijke activatie van FVII en FVIII en degradatie van vWF (Adcock et al., 2012; CLSI, 2008: H21-A5; Bohm et al., 2006; Kattlove en Alexander, 1971; Palmer en Gralnick, 1982; Favaloro et al., 2004). Dit zou kunnen leiden tot afwijkende resultaten in de PT en aPTT-waarden. Daarom kunnen FVIII en vWF testen die gebaseerd zijn op de aPTT maximaal bewaard blijven tot 4 uur na bloedafname bij kamertemperatuur. Een aparte CLSI richtlijn voor Ddimeren (2011: H59-A) beschrijft dat de D-dimeren tot maximaal 24 uur na bloedafname stabiel blijven bij kamertemperatuur en bij 2 tot 8 °C op basis van slechts 1 korte studie (Caliezi et al., 2000). Overige stollingstesten kunnen bewaard blijven op kamertemperatuur tot maximaal 4 uur naar bloedafname (CLSI, 2008: H21-A5). Door de CLSI (2008: H21-A5) wordt wel aangegeven dat monster kwaliteit het best behouden blijft bij kamertemperatuur en als het direct na bloedafname wordt gecentrifugeerd (van Geest-Daalderop et al., 2005).

 

Na de laatste herziening van de CLSI H21-A5, in 2008, hebben er meerdere nieuwe studies plaats gevonden op het gebied van opslag en stabiliteit van patiëntmateriaal in het stollingsonderzoek. Zürcher et al. (2008) onderzocht de stabiliteit van meerdere stollingstesten in volbloed tot 48 uur na bloedafname bij kamertemperatuur. Men observeerde dat de volgende testen allen stabiel bleven tot 24-28 uur na bloedafname; PT, FII, FVII, FX, fibrinogeen, aPTT, FXI, FIX, vWF:ag, vWF:RCo, antitrombine en D-dimeren. De stabiliteit van volbloed monsters, in patiënten die vitamine Kantagonisten gebruikten, werd onderzocht door Salvagno et al. (2009), bij verschillende bewaartemperaturen en tijdsintervallen. De resultaten wezen uit dat de meeste routine stollingstesten stabiel bleven wanneer niet-gecentrifugeerde buizen bewaard werden bij kamertemperatuur en zelfs bij 4 °C. De auteurs observeerden dat in tegenstelling tot de PT, de fibrinogeen bepaling, D-dimeren en de aPTT gevoeliger zijn voor veranderingen van bewaarcondities. Men bevestigde dat de PT stabiel bleef tot 24 uur na bloedafname, wanneer niet-gecentrifugeerde buizen bewaard bleven bij kamertemperatuur maar men observeerde significante verschillen bij een lagere temperatuur. Deze verschillen bij lagere temperaturen werden niet geobserveerd voor fibrinogeen en D-dimeren. Christensen et al. (2010) onderzocht de stabiliteit van de INR en verschillende stollingsfactoren bij kamertemperatuur in een patiëntenpopulatie gedurende therapie met vitamine K antagonisten. INRwaardes en verschillende stollingsfactoren (FII, FVII, FIX en FX) vertoonden vergelijkbare resultaten en waren stabiel tot 24 uur na bloedafname wanneer niet-gecentrifugeerde buizen bewaard bleven op kamertemperatuur. Van de Balveren et al. (2017) heeft zelfs 48 routinetesten onderzocht op het gebied van klinische chemie, hematologie en stolling waarbij de effecten van temperatuur en verschillende tijdsintervallen zijn onderzocht. Op het gebied van stolling ondervonden de auteurs op basis van de total allowable error alleen verschillen bij de aPTT en D-dimeren. De stabiliteit van verschillende routine stollingstesten is ook onderzocht in een grote patiëntenpopulatie. Kemkes-Matthes et al. (2011) onderzocht namelijk de effecten van verschillende tijdsintervallen (8 en 24 uur) bij kamertemperatuur in een populatie van 147 patiënten. Men observeerde dat alle routine stollingstesten (PT, aPTT, fibrinogeen TT, antitrombine en D-dimeren) tot 8 uur lang stabiel bleven bij kamertemperatuur. Daarnaast observeerde de auteurs dat niet alle stollingstesten stabiel bleven, 24 uur na bloedafname.

Zo vond men klinische relevante verschillen voor de aPTT na 24 uur. De PT, TT, D-dimeren antitrombine en fibrinogeen bleven wel stabiel na 24 uur na bloedafname bij kamertemperatuur. Ook Toulon et al. (2017) beschreef de effecten van verschillende bewaartijden in niet-gecentrifugeerde buizen in een grote patiëntenpopulatie. In deze studie werden 144 patiënten, waarvan 39 patiënten vitamine K-antagonisten gebruikten, onderzocht op de effecten van verschillende opslagcondities op volbloed bij stollingstesten. In deze studie is aangetoond dat de stabiliteit van verschillende stollingstesten (PT/INR, aPTT, fibrinogeen, FV en D-dimeren) tot 8 uur na bloedafname gehandhaafd wordt. Onder deze omstandigheden observeerden de auteurs dat FVIII tot 6 uur stabiel blijft na bloedafname. Verder geven de auteurs een mooi overzicht van alle optimale bewaartijden, op basis van de beschikbare literatuur, waarbij niet-gecentrifugeerde buizen het beste bewaard kunnen worden. De nadelige effecten van lagere temperaturen werden nogmaals aangetoond door Engbers et al. (2012). De auteurs onderzochten in een kleine studie de effecten van 2.5 uur bewaren bij kamertemperatuur en bij 4 °C. In deze studie ondervond men dat lagere temperaturen leiden tot een reductie in FVIII en werd daarnaast een kleine verhoging in fibrinogeen gemeten. Ook Kim et al. (2018) observeerde dat het bewaren van volbloed op ijs, leidde tot grote verschillen in activiteit van FVII, FVII en vWF:ag en vWF:RCo. Deze studie laat nogmaals zien en ondersteunt dat lagere temperaturen mogelijk leiden tot activatie van FVII en FVIII en degradatie van vWF. Ook op basis van deze resultaten is het aan te bevelen om volbloed voor stollingstesten niet te bewaren bij lagere temperaturen (4 °C) en de aanbevelingen van de CLSI op dit gebied te hanteren. De stabiliteit van volbloed werd ook onderzocht t.b.v. visco-elastische testen en trombocyten functie testen. Theusinger et al. (2010) observeerde dat na 2 uur bloedafname, volbloed monsters stabiel blijven voor een betrouwbare ROTEM-meting. Meesters et al. (2015) onderzocht de reproduceerbaarheid en stabiliteit van een alternatieve test van de ROTEM, de NATEM. De auteurs concludeerden dat deze test het best direct na bloedafname gemeten moet worden.

 

Licht Transmissie Aggregometrie (LTA)

De CLSI beschrijft dat de maximale aggregatie van trombocyten plaats vindt wanneer er een optimale pH-waarde is bereikt van het plasma waarin gemeten wordt. Daarnaast verschillen deze optimale pHwaarden per agonist (CLSI, 2008: H58-A). Wanneer men PRP bewaard bij kamertemperatuur geeft de CLSI de volgende optimale pH-waarde aan bij de volgende agonisten; ADP – 8.0 pH, Epi – 7.7, RIPA – 7.6 (CLSI, 2008: H58-A; Zucker, 1989; Coller et al., 1976). Er kunnen verschillende handelingen in acht genomen worden om veranderingen in pH-waarde te voorkomen. Wanneer PRP bewaard wordt, dient dit bewaard te worden in een afgesloten buis. Daarnaast wordt aanbevolen om PRP in grote volumes te bewaren in kleine bewaarbuisjes. Verder moet frequent mixen van PRP en het niet pipetteren van PRP aan de wand van de testbuis voorkomen worden (CLSI, 2008: H58-A; Zucker, 1989; Coller et al., 1976). Het gebruik van PPP dat gebruikt wordt om het trombocyten aantal te corrigeren in het PRP-dient ook afgedekt te worden. De optimale temperatuur om PRP te bewaren is kamertemperatuur (CLSI, 2008: H58-A; Han en Ardlie, 1974; Ts'ao et al., 1976). Vergeleken met 37 °C, zijn trombocyten sensitiever voor verschillende agonisten wanneer PRP wordt bewaard bij kamertemperatuur. Er kan verschil zijn in responsiviteit in de eerste 2 uur na bloedafname (CLSI, 2008: H58-A; Han en Ardlie, 1974). Bewaren bij koudere temperaturen kan leiden tot degradatie van vWF wat trombocyten activatie via RIPA kan beïnvloeden. Deze veranderingen zijn reversibel wanneer dit minder dan een 1 uur bewaard wordt bij lagere temperaturen en volgens bewaard wordt bij 37 °C (Adcock et al., 2012; CLSI, 2008: H21-A5, H58-A; Bohm et al., 2006; Kattlove en Alexander, 1971; Palmer en Gralnick, 1982; Favaloro et al., 2004). Opslag van PRP bij 37 °C is mogelijk maar wordt niet beschouwd als optimale bewaartemperatuur sinds responsiviteit voor verschillende agonisten is verminderd. De CLSI adviseert om PRP te bewaren bij kamertemperatuur en dat de metingen moeten plaats vinden tussen de 2 en 4 uur na bloedafnamen (CLSI, 2008: H58-A; Han en Ardlie, 1974; Silver et al., 1993).

 

Volbloed impedantie aggregometrie

De CLSI (2008: H58-A) beschrijft dat de bovenstaande aanbevelingen ook gevolgd dienen te worden bij het gebruik van volbloed omdat er geen literatuur beschikbaar is over de effecten van pH bij impedantie aggregometrie in volbloed. In het kader van impedantie aggregometrie vond Kaiser et al. (2012) dat het gebruik van het soort anticoagulantia invloed kan hebben op het bewaren van deze materialen. Hierbij concludeerden de auteurs dat monsters die ontstold zijn met heparine en hirudine het langst bewaard kunnen worden voor impedantie aggregometrie. Volbloed voor impedantie aggregometrie blijft voor ongeveer 3 uur stabiel bij kamertemperatuur en dient afgedekt te zijn.

 

Platelet Function Analyser (PFA)

Monsters voor PFA-analyse dienen afgedekt bewaard te worden en blijven tot ongeveer 4 uur stabiel bij kamertemperatuur (Harrison et al., 2011; Jilma, 2001).

Zoeken en selecteren

De zoekverantwoording is weergegeven onder het tabblad Verantwoording. Zie de zoekverantwoording voor de uitgebreide zoekstrategieën per module.

Referenties

  1. Adcock D, Kressin D, Marlar RA. The effect of time and temperature variables on routine coagulation tests. Blood Coagul Fibrinolysis. 1998;9(6):463-70.
  2. Adcock Funk DM, Lippi G, Favaloro EJ. Quality standards for sample processing, transportation, and storage in hemostasis testing. Semin Thromb Hemost. 2012;38(6):576-85.
  3. Awad MA, Selim TE, Al-Sabbagh FA. Influence of storage time and temperature on international normalized ratio (INR) levels and plasma activities of vitamin K dependent clotting factors. Hematology. 2004;9(5-6):333-7.
  4. Baglin T, Luddington R. Reliability of delayed INR determination: implications for decentralized anticoagulant care with off-site blood sampling. Br J Haematol. 1997;96(3):431-4.
  5. Ben-Tal O, Zwang E, Eichel R, Badalbev T, Hareuveni M. Vitamin K-dependent coagulation factors and fibrinogen levels in FFP remain stable upon repeated freezing and thawing. Transfusion. 2003;43(7):873-7.
  6. Bohm M, Taschner S, Kretzschmar E, Gerlach R, Favaloro EJ, Scharrer I. Cold storage of citrated whole blood induces drastic time-dependent losses in factor VIII and von Willebrand factor: potential for misdiagnosis of haemophilia and von Willebrand disease. Blood Coagul Fibrinolysis. 2006;17(1):39-45.
  7. Caliezi C, Reber G, Lammle B, de Moerloose P, Wuillemin WA. Agreement of D-dimer results measured by a rapid ELISA (VIDAS) before and after storage during 24h or transportation of the original whole blood samples. Thromb Haemost. 2000;83(1):177-8.
  8. Christensen TD, Jensen C, Larsen TB, Maegaard M, Christiansen K, Sorensen B. International Normalized Ratio (INR), coagulation factor activities and calibrated automated thrombin generation - influence of 24 h storage at ambient temperature. Int J Lab Hematol. 2010;32(2):206-14.
  9. CLSI. Collection, transport, and processing of blood specimens for testing plasma-based coagulation assays and molecular hemostasis assays; approved guideline – fifth edition. CLSI Document H21-A5. Wayne, PA: Clinical and Laboratory Standards Institute; 2008.
  10. CLSI. Platelet function testing by aggregometry; approved guideline. CLSI Document H58-A. Wayne, PA: Clinical and Laboratory Standards Institute; 2008.
  11. CLSI. Quantitative D-dimer for the exclusion of venous thromboembolic disease; approved guideline. CLSI Document H59-A. Wayne, PA: Clinical and Laboratory Standards Institute; 2011.
  12. Coller BS, Franza BR, Jr., Gralnick HR. The pH dependence of quantitative ristocetin-induced platelet aggregation: theoretical and practical implications-a new device for maintenance of platelet-rich plasma pH. Blood. 1976;47(5):841-54.
  13. Davis KD, Danielson CF, May LS, Han ZQ. Use of different thromboplastin reagents causes greater variability in international normalized ratio results than prolonged room temperature storage of specimens. Arch Pathol Lab Med. 1998;122(11):972-7.
  14. Engbers MJ, Cushman M, Rosendaal FR, Van Hylckama Vlieg A. The effect of time between venipuncture, processing and freezing on the measurement of coagulation factor levels. J Thromb Haemost. 2012;10(8):1691-3.
  15. Favaloro EJ, Soltani S, McDonald J. Potential laboratory misdiagnosis of hemophilia and von Willebrand disorder owing to cold activation of blood samples for testing. Am J Clin Pathol. 2004;122(5):686-92.
  16. Feng L, Zhao Y, Zhao H, Shao Z. Effects of storage time and temperature on coagulation tests and factors in fresh plasma. Sci Rep. 2014;4:3868.
  17. Foshat M, Bates S, Russo W, Huerta A, Albright K, Giddings K, Indrikovs A, Qian YW. Effect of freezing plasma at -20 degrees C for 2 weeks on prothrombin time, activated partial thromboplastin time, dilute Russell viper venom time, activated protein C resistance, and D-dimer levels. Clin Appl Thromb Hemost. 2015;21(1):41-7.
  18. Froom P, Abramova D, Bar-El M, Barak M. Reliability of delayed prothrombin time INR determinations in a central laboratory using off-site blood sampling. Clin Lab Haematol. 2001;23(3):189-92.
  19. Gosselin RC, Dwyre DW. Determining the effect of freezing on coagulation testing: comparison of results between fresh and once frozen-thawed plasma. Blood Coagul Fibrinolysis. 2015;26(1):69-74.
  20. Gosselin RC, Honeychurch K, Kang HJ, Dwyre DM. Effects of storage and thawing conditions on coagulation testing. Int J Lab Hematol. 2015;37(4):551-9.
  21. Han P, Ardlie NG. The influence of pH, temperature, and calcium on platelet aggregation: maintenance of environmental pH and platelet function for in vitro studies in plasma stored at 37 degrees C. Br J Haematol. 1974;26(3):373-89.
  22. Harrison P, Mackie I, Mumford A, Briggs C, Liesner R, Winter M, Machin S; British Committee for Standards in Haematology. Guidelines for the laboratory investigation of heritable disorders of platelet function. Br J Haematol. 2011;155(1):30-44.
  23. Heil W, Grunewald R, Amend M, Heins M. Influence of time and temperature on coagulation analytes in stored plasma. Clin Chem Lab Med. 1998;36(7):459-62.
  24. Jilma B. Platelet function analyzer (PFA-100): a tool to quantify congenital or acquired platelet dysfunction. J Lab Clin Med. 2001;138(3):152-63.
  25. Kaiser AF, Neubauer H, Franken CC, Kruger JC, Mugge A, Meves SH. Which is the best anticoagulant for whole blood aggregometry platelet function testing? Comparison of six anticoagulants and diverse storage conditions. Platelets. 2012;23(5):359-67.
  26. Kattlove HE, Alexander B. The effect of cold on platelets. I. Cold-induced platelet aggregation. Blood. 1971;38(1):39-48.
  27. Kemkes-Matthes B, Fischer R, Peetz D. Influence of 8 and 24-h storage of whole blood at ambient temperature on prothrombin time, activated partial thromboplastin time, fibrinogen, thrombin time, antithrombin and Ddimer. Blood Coagul Fibrinolysis. 2011;22(3):215-20.
  28. Kim YA, Lewandrowski KB, Lucien FA, Van Cott EM. The effects of transport temperature and time on routine and specialized coagulation assays. Blood Coagul Fibrinolysis. 2018;29(2):184-8.
  29. Leeming DR, Craig S, Stevenson KJ, Taberner DA. The determination of INR in stored whole blood. J Clin Pathol. 1998;51(5):360-3.
  30. Linskens EA, Devreese KMJ. Pre-analytical stability of coagulation parameters in plasma stored at room temperature. Int J Lab Hematol. 2018.
  31. Meesters MI, Koch A, Kuiper G, Zacharowski K, Boer C. Instability of the non-activated rotational thromboelastometry assay (NATEM) in citrate stored blood. Thromb Res. 2015;136(2):481-3.
  32. Neofotistos D, Oropeza M, Ts'ao CH. Stability of plasma for add-on PT and APTT tests. Am J Clin Pathol. 1998;109(6):758-63.
  33. Omran S, Hallouda M, Essawi F, el Attar I, Aboul Enein A, Gaafar T, Afifi N. Effect of cold storage on the haemostatic cascade systems. Transfus Sci. 1996;17(3):407-14.
  34. Palmer RN, Gralnick HR. Cold-induced contact surface activation of the prothrombin time in whole blood. Blood. 1982;59(1):38-42.
  35. Philip J, Sarkar RS, Pathak A. The effect of repeated freezing and thawing on levels of vitamin K-dependent coagulation factors and fibrinogen in fresh frozen plasma. Asian J Transfus Sci. 2013;7(1):11-5.
  36. Preanalytische voorschriften voor de stollingsbepalingen: PT, PT-INR, aPTT, fibrinogeen, FV, FVIII, antitrombine, D-dimeer en lupus anticoagulans. 2016. Stichting Kwaliteitsbevordering Stollingsonderzoek. https://www.skml.nl/uploads/e5/52/e552f33a7e9d98261cd81966c4da96b6/Pre-Analytische-voorschriften2016.pdf
  37. Richtlijn LTA-VHL t.b.v. analyse bloedingsneiging (24-1-2016). http://de-vhl.nl/docs/hemostaseb/Richtlijn%20LTA-VHL%20t.b.v.%20analyse%20bloedingsneiging.pdf
  38. Ridyard J, Bhavnani M, Seal LH. Laboratory control of oral anticoagulant therapy: preservation of prothrombin time specimens using a polypropylene collection system. Clin Lab Haematol. 1998;20(6):369-72.
  39. Rimac V, Coen Herak D. Is it acceptable to use coagulation plasma samples stored at room temperature and 4degreeC for 24 hours for additional prothrombin time, activated partial thromboplastin time, fibrinogen, antithrombin, and D-dimer testing? International Journal of Laboratory Hematology. 2017;39(5):475-81.
  40. Salvagno GL, Lippi G, Montagnana M, Franchini M, Poli G, Guidi GC. Influence of temperature and time before centrifugation of specimens for routine coagulation testing. Int J Lab Hematol. 2009;31(4):462-7.
  41. Silver WP, Keller MP, Teel R, Silver D. Effects of donor characteristics and platelet in vitro time and temperature on platelet aggregometry. J Vasc Surg. 1993;17(4):726-33.
  42. Theusinger OM, Nurnberg J, Asmis LM, Seifert B, Spahn DR. Rotation thromboelastometry (ROTEM) stability and reproducibility over time. European journal of cardio-thoracic surgery : official journal of the European Association for Cardio-thoracic Surgery. 2010;37(3):677-83.
  43. Toulon P, Metge S, Hangard M, Zwahlen S, Piaulenne S, Besson V. Impact of different storage times at room temperature of unspun citrated blood samples on routine coagulation tests results. Results of a bicenter study and review of the literature. Int J Lab Hematol. 2017;39(5):458-68.
  44. Ts'ao CH, Lo R, Raymond J. Critical importance of citrate--blood ratio in platelet aggregation studies. Am J Clin Pathol. 1976;65(4):518-22.
  45. van Balveren JA, Huijskens MJ, Gemen EF, Pequeriaux NC, Kusters R. Effects of time and temperature on 48 routine chemistry, haematology and coagulation analytes in whole blood samples. Ann Clin Biochem. 2017;54(4):448-62.
  46. van den Besselaar AM, Witteveen E, van der Meer FJ. Long-term stability of frozen pooled plasmas stored at 70 degrees C, -40 degrees C, and -20 degrees C for prothrombin time and International Normalized Ratio (INR) assessment. Thromb Res. 2013;131(4):349-51.
  47. van Geest-Daalderop JH, Mulder AB, Boonman-de Winter LJ, Hoekstra MM, van den Besselaar AM. Preanalytical variables and off-site blood collection: influences on the results of the prothrombin time/international normalized ratio test and implications for monitoring of oral anticoagulant therapy. Clin Chem. 2005;51(3):561-8.
  48. Woodhams B, Girardot O, Blanco MJ, Colesse G, Gourmelin Y. Stability of coagulation proteins in frozen plasma. Blood Coagul Fibrinolysis. 2001;12(4):229-36.
  49. Zhao Y, Lv G. Influence of temperature and storage duration on measurement of activated partial thromboplastin time, D-dimers, fibrinogen, prothrombin time and thrombin time, in citrate-anticoagulated whole blood specimens. Int J Lab Hematol. 2013;35(5):566-70.
  50. Zucker MB. Platelet aggregation measured by the photometric method. Methods Enzymol. 1989;169:117-33.
  51. Zürcher M, Sulzer I, Barizzi G, Lammle B, Alberio L. Stability of coagulation assays performed in plasma from citrated whole blood transported at ambient temperature. Thrombosis & Haemostasis. 2008;99(2):416-26.

Autorisatiedatum en geldigheid

Laatst beoordeeld : 05-11-2020

Laatst geautoriseerd : 02-07-2020

Voor het beoordelen van de actualiteit van deze richtlijn wordt (een deel van) de werkgroep in stand gehouden. Op modulair niveau is een onderhoudsplan beschreven. Bij het afronden van de richtlijn heeft de werkgroep per module een inschatting gemaakt over de maximale termijn waarop herbeoordeling moet plaatsvinden en eventuele aandachtspunten geformuleerd die van belang zijn bij een toekomstige herziening (update). De geldigheid van de richtlijn komt eerder te vervallen indien nieuwe ontwikkelingen aanleiding zijn een herzieningstraject te starten. De NVKC is regiehouder van deze richtlijn(module) en eerstverantwoordelijke op het gebied van de actualiteitsbeoordeling van de richtlijn(module).

Initiatief en autorisatie

Initiatief:
  • Nederlandse Vereniging voor Klinische Chemie en Laboratoriumgeneeskunde
  • Vereniging Hematologische Laboratoriumdiagnostiek
Geautoriseerd door:
  • Nederlandse Vereniging voor Klinische Chemie en Laboratoriumgeneeskunde
  • Patiëntenfederatie Nederland
  • Vereniging Hematologische Laboratoriumdiagnostiek

Algemene gegevens

De richtlijnontwikkeling werd gefinancierd uit de Stichting Kwaliteitsgelden Medisch Specialisten (SKMS).

Doel en doelgroep

Doel

  • Het opstellen van laboratorium technische adviezen, voor zover mogelijk Evidence-Based met betrekking tot de pre-analyse van minimaal 10 testen die veel gebruikt worden in Nederland en die noodzakelijk zijn voor de analyse, diagnose en behandeling van patiënten met bloedingsneiging.
  • Een bijdrage leveren aan de standaardisatie van hemostase testen en de grotere uitwisselbaarheid van uitslagen en hemostase laboratoriumdiagnostiek tussen ziekenhuislaboratoria.
  • Een handreiking geven van de bekende literatuur op het gebied van de pre-analytische fase op het gebied van hemostase (t/m juli 2018).

 

Doelgroep

Deze richtlijn is een handreiking voor alle laboratoriumspecialisten klinische chemie (NVKC/VHL) die nauw in contact staan met de medisch specialist, waarbij de klinisch chemicus op het gebied van analyse bloedingsneigingen consultaties geeft en (eind)verantwoordelijk is voor de bloedafname, analyse en rapportage van stollingstesten. Indirecte gebruikers van deze voorschriften kunnen artsen en verpleegkundigen zijn, die de diagnose stellen en/of bloed afnemen ten behoeve van stollingsonderzoek. Hierbij kan onderscheid gemaakt worden tussen de huisartsen die basale testen aanvragen en aanvragers van het uitgebreide stollingspakket zoals internisten, internist-hematologen, gynaecologen, anesthesisten, kinderartsen, radiologen, tandartsen, en (kaak)chirurgen.

Samenstelling werkgroep

Voor het ontwikkelen van de richtlijn is in 2017 een werkgroep ingesteld. De werkgroep is verantwoordelijk voor de integrale tekst van deze richtlijn.

  • Dr.ir. Y.M.C. (Yvonne) Henskens, laboratoriumspecialist klinische chemie, Maastricht UMC+, Maastricht (voorzitter), namens NVKC/VHL
  • Dr. Dr. M.L.J (Mike) Jeurissen, onderzoeker, Maastricht UMC+, Maastricht, namens NVKC
  • Dr. A.K. (An) Stroobants, laboratoriumspecialist klinische chemie, Amsterdam UMC, locatie AMC, Amsterdam, namens NVKC/VHL
  • Dr. M.P.M. (Moniek) de Maat, biochemicus, Erasmus MC, Rotterdam, namens VHL
  • C.A.M. (Caroline) Klopper, vakanalist, Amsterdam UMC, locatie AMC, namens NVTH werkgroep Hemostase
  • P.W.M. (Paul) Verhezen, vakanalist, Maastricht UMC+, Maastricht, namens NVTH werkgroep Hemostase
  • Dr. K.M.T. (Kim) de Bruyn, laboratoriumspecialist klinische chemie, Tergooi, Hilversum, Blaricum, namens NVKC/VHL
  • Dr. R.W.L.M. (René) Niessen, laboratoriumspecialist klinische chemie, OLVG, Amsterdam, namens NVKC/SKML

Belangenverklaringen

De KNMG-code ter voorkoming van oneigenlijke beïnvloeding door belangenverstrengeling is gevolgd. Alle werkgroepleden hebben schriftelijk verklaard of zij directe financiële belangen (betrekking bij een commercieel bedrijf, persoonlijke financiële belangen, onderzoeksfinanciering) of indirecte belangen (persoonlijke relaties, reputatiemanagement, kennisvalorisatie) hebben. Een overzicht van de belangen van werkgroepleden is in onderstaande tabel weergegeven; er zijn geen restricties m.b.t. deelname aan de werkgroep.

 

Naam

Functie

Nevenfuncties

Gemelde belangen

Ondernomen

actie

Y. Henskens

Klinisch chemicus

Lid LGR Sanquin

Voorzitter gebruikersraad Sanquin ZON/Limburg

Voorzitter concilium NVKC (opleiding)

Lid Kennisplatform Transfusiegeneeskunde ZO

Bestuurslid VHL

Lid werkgroep Hemostase VHL

(allen onbetaald)

Richtlijn commissie Antitrombotisch beleid FMS/NIV namens NVKC

Richtlijn werkgroep FMS Bloedtransfusie (massaal bloedverlies) (vacatiegeld)

Voor alle studies in het kader van MUMC+ onderzoekslijn

“laboratory predictors of bleeding” worden IVD gebruikt die geheel of gedeeltelijk worden gesponsord door IVD firma’s

Geen: het betreft geen IVD in het kader van preanalyse

M. Jeurissen

Onderzoeker

Geen

Geen

Geen

A. Stroobants

Klinisch chemicus

Bestuurslid VHL

Voorzitter werkgroep Hemostase VHL

Richtlijn commissie Antitrombotisch beleid FMS/NIV namens NVKC

Geen

Geen

M. de Maat

Biochemicus

Lid RvT ECAT (vacatievergoeding)

Lid Council International Fibrinogen Research (onbetaald)

Geen

Geen

C. Klopper

Vakanalist

Lid WHD: Werkgroep Hemostase Diagnostiek NVTH (onbetaald)

Geen

Geen

P. Verhezen

Vakanalist

Lid WHD: Werkgroep Hemostase Diagnostiek NVTH (onbetaald)

Geen

Geen

K. de Bruyn

Klinisch chemicus

ISO 15189 auditor (betaald)

Geen

Geen

R. Niessen

Klinisch chemicus

Bestuurslid:

SKML sectie Hematologie

Sectie SKS-SKML

FNT

(allen onbetaald)

Geen

Geen

Inbreng patiëntenperspectief

De richtlijn richt zich voornamelijk op de bloedstollingstesten die ingezet kunnen worden bij patiënten die verdacht worden van een congenitale (stollingsfactoren, trombopathie) of verworven (anticoagulantia, massaal bloedverlies) bloedingsneiging. In samenspraak met de Nederlandse Vereniging van Hemofilie Patiënten (NVHP) is uitleg opgesteld voor patiënten waarbij bloed wordt afgenomen voor stollingsonderzoek. De uitleg is op B1 niveau geformuleerd, met kernbegrippen waarop een patiënt zelf verder kan zoeken, indien gewenst.

Methode ontwikkeling

Evidence based

Implementatie

Tijdens de richtlijnontwikkeling is rekening gehouden met de implementatie van de richtlijn (module) en de praktische uitvoerbaarheid van de aanbevelingen. Daarbij is gelet op factoren die de invoering van de richtlijn in de praktijk kunnen bevorderen of belemmeren. Het implementatieplan is opgenomen bij de aanverwante producten.

Werkwijze

Knelpuntenanalyse

Tijdens de voorbereidende fase werden de knelpunten geïnventariseerd en een lange lijst van uitgangsvragen opgesteld. Tijdens een bijeenkomst werd door alle werkgroepleden een prioritering ingevuld van de verzamelde uitgangsvragen. De vragen met de hoogste prioriteit werden vervolgens gebruikt voor deze richtlijn.

 

Uitgangsvragen

De werkgroep heeft de volgende uitgangsvragen geprioriteerd:

  • Welke patiënten kenmerken (biologische status) kunnen de uitkomsten van bloedstollingstesten beïnvloeden?
  • Welke factoren kunnen invloed hebben op de (kwaliteit van de) bloedafname en hebben daardoor invloed op de uitkomsten van bloedstollingstesten?
  • Welke factoren kunnen invloed hebben op het transport van patiëntmateriaal waardoor ze hebben de uitkomst van bloedstollingstesten kunnen beïnvloeden?
  • Welke factoren kunnen invloed hebben op de verwerking van patiëntmateriaal tot plasma of plaatjes-rijk plasma waardoor ze de uitkomst van bloedstollingstesten kunnen beïnvloeden?
  • Hoe lang kan volbloed en plasma bewaard worden, zonder de uitkomst van bloedstollingstesten te beïnvloeden?

 

Strategie voor zoeken en selecteren van literatuur

De zoekstrategieën die zijn verricht in het kader van de uitgangsvragen zijn systematisch uitgevoerd. De zoekstrategieën hebben plaats gevonden in het database Pubmed en/of Medline. Enkele zoektermen die veelvoudig zijn gebruikt zijn: blood coagulation, blood coagulation tests, blood clotting, hemostasis, blood collection, blood specimen. Deze zoektermen werden in combinatie gebruikt met specifiekere zoektermen gericht op het onderwerp. Zie de zoekverantwoording voor de uitgebreide zoek strategieën per module.

 

F1

 

Samenvatten van de literatuur

De belangrijkste bevindingen uit de wetenschappelijke literatuur zijn beschreven in de samenvatting van de literatuur.

 

De intentie voor het graderen van literatuur voor deze richtlijn was om gebruik te maken van GRADE. De beschikbare stollingstesten om de primaire en secondaire hemostase te analyseren zijn sterk afhankelijk van pre-analytische variabelen, die de uitslagen van deze testen sterk kunnen beïnvloeden. De literatuur biedt geen consensus in de optimale pre-analytische omstandigheden waarbij bloedstolling testen uitgevoerd kunnen worden. Om kwaliteit en de sterkte van aanbevelingen te kwantificeren werd eerst onderzocht of het GRADE-systeem implementeerbaar is in deze richtlijn. De vraag die wij ons hierbij eerst gesteld hebben is: is GRADE toepasbaar in een pre-analytische setting van de laboratoriumdiagnostiek? Bij GRADE wordt de kwaliteit van de studie per uitkomstmaat bepaald, geformuleerd via het PICO-principe. Vijf factoren bepalen de kwaliteit per uitkomstmaat: publicatiebias, beperking in studieopzet, imprecisie, indirectheid en inconsistentie (Guyatt et al., 2011, Boluyt et al., 2012). Om te kijken of GRADE toepasbaar is hebben we een kleine zoekopdracht uitgevoerd, waarbij gekeken is naar de interferentie van hemolyse op bloedstollingstesten om knelpunten van GRADE te identificeren. Knelpunten werden gevonden in de formulering van de PICO; keuze van populatie (patiënt en gezond), aangezien pre-analytische variaties in elke populatie kan voorkomen en daarbij de keuze van de juiste uitkomstmaat. De zoekopdracht resulteerde in drie studies die de juiste uitkomstmaat gebruikte uit een selectie van ±600 hits. Daarbij toonde de gekozen studies grote verschillen in apparatuur, reagentia, en methode van inductie en definitie van hemolyse. Op basis van de criteria volgens GRADE zou deze uitkomstmaten een zeer lage of geen gradatie krijgen. Onze conclusie was dat de PICO’s binnen GRADE zeer klinisch en patiëntgericht zijn waarbij voornamelijk gekeken wordt naar interventies; daardoor is GRADE niet toepasbaar binnen een preanalytische setting.

 

Op basis hiervan werd de literatuur gegradeerd m.b.v. het gradatiesysteem dat gebruikt is in de aanverwante richtlijn “Diagnostiek en behandeling van hemofilie en aanverwante hemostasestoornissen 2009”. Het gradatiesysteem dat in deze richtlijn wordt beschreven is gebaseerd op de US Agency for Health Care Policy and Research”. Zie voorbeeld in de onderstaande tabellen.

 

Tabel 1: Indeling van de literatuur naar mate van bewijskracht

Bewijskracht

Soort bewijs

Graad 1

Bewijs verkregen van meta-analyse van gerandomiseerd gecontroleerde onderzoeken (1a) of ten minste één geblindeerd gerandomiseerd gecontroleerd onderzoek (1b)

Graad 2

Bewijs verkregen uit ten minste een goed gedefinieerd gecontroleerd onderzoek,

zonder randomisatie (2a) of een cohort- of patiëntcontrole-onderzoek van goede kwaliteit (2b) of een systematisch review zonder meta-analyse

Graad 3

Bewijs verkregen uit goed gedefinieerde, niet experimentele beschrijvende onderzoeken, zoals vergelijkende onderzoeken, correlatieonderzoeken of patiëntcontroleonderzoeken van slechte kwaliteit

Graad 4

Bewijs verkregen van expertpanels of opinies van deskundigen

 

Tabel 2: Niveau van aanbeveling

Niveau

Soort bewijs

A

Een onderzoek van graad 1a of 1b

B

Ten minste twee onderzoeken van graad 2a, 2b of graad 3

C

Berustend op bewijs van graad 4

 

Formuleren van de conclusies

Voor elke relevante uitkomstmaat werd het wetenschappelijk bewijs samengevat in een of meerdere literatuurconclusies waarbij het niveau van bewijs werd bepaald. De werkgroepleden maakten de balans op van elke interventie (conclusie). Bij het opmaken van de balans werden de gunstige en ongunstige effecten voor de patiënt gewogen. De bewijskracht wordt bepaald door de laagste bewijskracht gevonden bij een van de kritieke uitkomstmaten. Bij complexe besluitvorming waarin naast de conclusies uit de systematische literatuuranalyse vele aanvullende argumenten (overwegingen) een rol spelen, werd afgezien van een conclusie. In dat geval werden de gunstige en ongunstige effecten van de interventies samen met alle aanvullende argumenten gewogen onder het kopje ‘Overwegingen’.

 

Overwegingen (van bewijs naar aanbeveling)

Om te komen tot een aanbeveling zijn naast wetenschappelijke publicaties ook andere aspecten belangrijk om te worden meegewogen, zoals de expertise van de werkgroepleden, kosten, beschikbaarheid van voorzieningen en organisatorische zaken. Deze aspecten worden, voor zover geen onderdeel van de literatuursamenvatting, vermeld en beoordeeld onder het kopje ‘Overwegingen’.

 

Kennislacunes

Bij elke uitgangsvraag is door de werkgroep nagegaan of er (aanvullend) wetenschappelijk onderzoek gewenst is. Een overzicht van de aanbevelingen voor nader/vervolgonderzoek is opgenomen onder het kopje ‘Kennislacunes’ (bij Aanverwante producten).

 

Commentaar- en autorisatiefase

De conceptrichtlijn is aan de leden van de NVKC, VHL, SKML subcommissie stolling, NIV en aan Patiëntenfederatie Nederland voorgelegd ter commentaar. De commentaren zijn verzameld en besproken met de werkgroep. Naar aanleiding van de commentaren is de conceptrichtlijn aangepast en definitief vastgesteld door de werkgroep. De autorisatieversie van de richtlijn is ter stemming gebracht tijdens de algemene ledenvergadering van de NVKC, en voorgelegd aan Patiëntenfederatie Nederland ter autorisatie c.q. instemming.

 

Literatuur

Boluyt N, Rottier BL, Langendam MW. [Guidelines are made more transparent with the GRADE method: considerations for recommendations are explicit in the new method]. Ned Tijdschr Geneeskd. 2012; 156: A4379.

Guyatt G, Oxman AD, Akl EA, Kunz R, Vist G, Brozek J, Norris S, Falck-Ytter Y, Glasziou P, DeBeer H, Jaeschke R, Rind D, Meerpohl J, Dahm P, Schünemann HJ. GRADE guidelines: 1. Introduction-GRADE evidence profiles and summary of findings tables. J Clin Epidemiol. 2011; 64: 383-394.

Zoekverantwoording

Zoekacties zijn opvraagbaar. Neem hiervoor contact op met de Richtlijnendatabase.